2024, Vol. 33
脓毒性心肌病是由于脓毒症患者发生心肌损伤或心肌能量代谢障碍所导致的心肌抑制，主要表现为左心室扩张、射血分数（ejection fraction, EF）下降，由于患者未出现大面积心肌坏死，属于可逆性心肌抑制性病变，患者心功能在7~10 d可逐渐恢复[1]。脓毒性心肌病的发病机制尚未完全阐明，免疫因素参与了脓毒性心肌病的发病，特别是以白细胞介素（interleukin, IL）和肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α, TNF-α）为代表的促炎细胞因子可通过活化下游信号通路发挥促进脓毒性心肌病发病的作用[2]。
IL-7是重要的免疫调控细胞因子，可促进T细胞的增殖和分化，外源性IL-7治疗可恢复脓毒症患者衰竭的T细胞功能，发挥有效的治疗效应[3]，在缺血-再灌注所致的心肌损伤[4]、慢性心力衰竭[5]等心脏疾病中亦发挥免疫调控作用。辅助性T细胞9（T helper cell 9, Th9）是新近鉴定的CD4+T细胞亚群，可通过转录因子富含嘌呤的核酸结合蛋白1（purine-rich nucleic acid binding protein 1, PU.1）促进分化并分泌IL-9，发挥促进炎症应答的作用，参与脓毒症[6]、糖尿病相关冠心病[7]等的发病。新近研究发现，IL-7可通过转录因子叉头框蛋白O1（forkhead box protein O1, Foxo1）调控Th9细胞的分化和抗肿瘤活性[8]。但IL-7对Th9细胞的调控在脓毒性心肌病发病中的作用罕见相关报道。本研究观察了脓毒性心肌病患者外周血IL-7和Th9、杀伤性T细胞9（cytotoxic T cell 9, Tc9）水平变化，并利用体外细胞培养系统，评估外源性IL-7对脓毒性心肌病Th9细胞功能活性的调节作用。
1 资料与方法 1.1 研究对象本研究为横断面研究，收集2018年6月至2022年1月在郑州市第七人民医院住院的脓毒症患者和脓毒性心肌病患者。脓毒症组纳入标准：(1)年龄≥18岁且≤70岁；(2)诊断符合2016年国际脓毒症专家共识的诊断标准：可疑感染者、序贯器官衰竭评分（sequential organ failure assessment, SOFA）增加2分及以上[9]。脓毒性心肌病纳入标准：(1)符合脓毒症患者纳入标准；(2)入院后24 h内行经胸超声心动图检查，EF < 50%且较基础水平下降超过10%，2周内恢复，基础EF值参考患者入院前至少1个月的心脏超声结果[10]。排除标准：(1)合并活动性慢性病毒感染（包括肝炎病毒、人类免疫缺陷病毒等）；(2)合并自身免疫性疾病（包括类风湿性关节炎、系统性红斑狼疮、自身免疫性肝病等）；(3)合并恶性肿瘤；(4)合并重要脏器功能衰竭；(5)合并应激性心肌病、急性冠脉综合征等其他心脏疾病。选择在本院体检中心进行健康查体的志愿者作为对照者。
研究方案符合《赫尔辛基宣言》的伦理学要求，通过郑州市第七人民医院伦理委员会审批（批准号：20220628001），所有入组患者及家属、对照者均告知并签署知情同意书。
1.2 主要试剂和仪器人淋巴细胞分离液1077购自北京索莱宝生物科技公司；重组人IL-7购自美国Peprotech公司；人CD4+T细胞分选试剂盒、人CD8+T细胞分选试剂盒购自德国美天旎公司；抗CXCR3-PE（克隆：CXCR3-173）、抗CCR4-PE（克隆：D8SEE）、抗CCR6-PE（克隆：R6H1）购自美国eBioscience公司；抗CD3-PE-Cy7（克隆：UCHT1）、抗CD4-FITC（克隆：SK3）、抗CD8-APC-Cy7（克隆：RPA-T8）、抗CD127-PerCP Cy5.5（克隆：HIL-7R-M21）购自美国BD公司；抗IL-9-APC（克隆：Gln19-Ile144）购自美国R & D公司；IL-7、可溶型CD127（soluble CD127, sCD127）、IL-9、穿孔素、颗粒酶B、颗粒溶素、干扰素-γ（interferon-γ, IFN-γ）酶联免疫吸附试验（enzyme linked immunosorbent assay, ELISA）试剂盒购自武汉华美生物科技公司；TRIzol试剂购自美国Invitrogen公司；AMV反转录系统、GoTaq实时定量PCR Master Mix购自美国Promega公司；乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase, LDH）细胞毒性检测试剂盒购自武汉碧云天生物科技公司。磁力分离架为德国美天旎公司产品；FACS Aria Ⅱ流式细胞仪为美国BD生物公司产品；微孔读板仪为美国伯乐公司产品；ABI7500实时定量PCR仪为美国Applied Biosystems公司产品。
1.3 方法 1.3.1 血浆和外周血单个核细胞（peripheral blood mononuclear cells, PBMCs）分离脓毒症组和脓毒性心肌病组于就诊本院24 h内、对照者清晨空腹采集外周血20 mL，乙二胺四乙酸二钠抗凝。于1 000 r/min离心10 min，收集上层血浆，冻存于-80℃备用。使用人淋巴细胞分离液、采用葡聚糖-泛影葡胺密度梯度离心法分离PBMCs，以107个/mL的密度冻存于液氮中备用。17例脓毒性心肌病患者取106个PBMCs，接种于24孔板中，设立2个复孔加入重组人IL-7（25 ng/mL）[11]刺激培养或不加入刺激因子培养12h，收集细胞和上清液。
1.3.2 Th9细胞、CD8+T细胞分选和培养选择9例HLA-A*02限制性的脓毒性心肌病患者，分选其PBMCs中的Th9细胞和CD8+T细胞。Th9细胞的表面表型为CD4+CXCR3-CCR4-CCR6-[12]，使用人CD4+T细胞分选试剂盒对CD4+T细胞进行分选，取107个PBMC，离心后重悬细胞，加入10 μL生物素标记的人CD4+T细胞抗体鸡尾酒，4℃孵育5 min，再加入20 μL人CD4+T细胞微球鸡尾酒，4℃孵育10 min，将细胞悬液加入分离柱中，收集穿过磁力分离架细胞，即为纯化的CD4+T细胞。纯化的CD4+T细胞加入抗CXCR3-PE、抗CCR4-PE、抗CCR6-PE，4℃避光孵育30 min，使用FACS Aria Ⅱ流式细胞仪进行阴性分选，收集CD4+CXCR3-CCR4-CCR6-细胞，即为纯化的Th9细胞。使用人CD8+T细胞分选试剂盒对CD8+T细胞进行分选，取107个PBMC，离心后重悬细胞，加入10 μL生物素标记的人CD8+T细胞抗体鸡尾酒，4℃孵育5 min，再加入20 μL人CD8+T细胞微球鸡尾酒，4℃孵育10 min，将细胞悬液加入分离柱中，收集穿过磁力分离架细胞，即为纯化的CD8+T细胞。取纯化的Th9细胞，使用重组人IL-7（25 ng/mL）[11]刺激培养12 h，洗涤细胞两次。取刺激后的104个Th9细胞，与104个CD8+T细胞和5×104个人脐静脉血管内皮细胞（human umbilical vein endothelial cells, HUVECs）（亦为HLA-A*02限制性）[13]共培养，加入抗CD3/CD28（1 μg/mL）维持T细胞活性。共培养48 h后收集上清液。
1.3.3 ELISA法检测血浆IL-7、sCD127、IL-9和培养上清液中穿孔素、颗粒酶B、颗粒溶素、IFN-γ使用商品化ELISA试剂盒对血浆IL-7、sCD127、IL-9和培养上清液中穿孔素、颗粒酶B、颗粒溶素、IFN-γ进行检测。操作按说明书要求进行。
1.3.4 流式细胞术检测CD127表达和Th9细胞比例取106个PBMCs，加入佛波酯（50 μg/mL）和伊乌诺霉素（1 μg/mL）刺激培养6 h，加入布雷菲尔德菌素A（10 μg/mL）抑制细胞因子分泌。将刺激后的PBMCs转入流式检测管中，加入抗CD3-PE-Cy7、抗CD4-FITC、抗CD8-APC-Cy7、抗CD127-PerCP Cy5.5各5μL，4℃避光孵育30 min，破膜固定后加入抗IL-9-APC 5μL，4℃避光孵育30 min。使用FACS Aria Ⅱ流式细胞仪进行检测。
1.3.5 实时定量PCR法检测转录因子PU.1、Foxo1、Foxp1 mRNA使用TRIzol试剂提取总RNA。取1μg总RNA，使用AMV反转录系统将总RNA逆转录为cDNA，使用GoTaq实时定量PCR Master Mix对转录因子PU.1、Foxo1mRNA进行检测，以GAPDH作为内参照，采用2-ΔΔCT法进行半定量分析。实时定量PCR引物参照既往发表文献[8, 12]合成。
1.3.6 HUVECs细胞死亡比例分析使用LDH细胞毒性检测试剂盒对培养上清液中LDH水平进行检测，以HUVECs培养上中LDH水平作为“低水平LDH对照”，以Triton X-100处理的HUVECs培养上清液中LDH水平作为“高水平LDH对照”，HUVECs细胞死亡比例=（检测LDH-低水平LDH对照）/（高水平LDH对照-低水平LDH对照）×100%[12]。
1.4 统计学方法所有数据采用SPSS 23.0软件进行分析。计量资料首先进行Bartlett's正态性检验，符合正态分布的计量资料使用均数±标准差（x±s）表示，重组IL-7刺激前后的比较采用配对t检验进行，单因素方差分析进行多组间比较，Tukey检验进行多组间两两比较。不符合正态分布的计量资料使用中位数（四分位间距）[M（Q1，Q3）]表示，重组IL-7刺激前后的比较采用Wilcoxon配对检验进行，Kruskal-Wallis检验进行多组间比较，Dunn's多重检验进行多组间两两比较。计数资料采用频数和构成比表示，使用Fisher精确概率法进行比较。采用Kaplan-Meier法绘制生存曲线。以P < 0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 脓毒性心肌病患者组、脓毒症患者组、对照组一般资料比较纳入21例脓毒性心肌病患者、56例脓毒症患者、31例对照者。三组在性别比例、年龄方面的差异无统计学意义（均P > 0.05）。三组在入院体温、白细胞方面的差异有统计学意义（均P < 0.05），C反应蛋白、降钙素原、乳酸在脓毒性心肌病组和脓毒症组之间的差异无统计学意义（均P > 0.05），脓毒性心肌病组急性生理与慢性健康评分Ⅱ（acute physiology and chronic health evaluation II, APACHE Ⅱ）评分和SOFA评分均高于脓毒症组（均P < 0.05）。见表 1。脓毒性心肌病和脓毒症患者28 d生存率的差异无统计学意义（80.95% vs. 82.14%，HR=1.13，95%CI: 0.34~3.74，P=0.841，图 1）。
| 指标 | 脓毒性心肌病组（n=21） | 脓毒症组（n=56） | 对照组（n=31） | 统计值 | P值 |
| 一般情况 | |||||
| 男性a | 15（71.42） | 37（66.07） | 20（64.52） | - | 0.196 |
| 年龄（岁）b | 58.2±11.4 | 59.7±9.3 | 58.7±10.4 | 0.231 | 0.816 |
| 体温（℃）b | 38.5±1.1 | 38.4±1.3 | 36.7±0.2 | 4.165 | 0.003 |
| 入院时主要结果b | |||||
| 白细胞（×109/L） | 14.78±4.41 | 15.03±5.36 | 5.63±1.88 | 12.980 | < 0.001 |
| C反应蛋白（mg/dL） | 24.29±7.72 | 21.90±6.17 | 未检测 | 1.411 | 0.162 |
| 降钙素原（ng/mL） | 6.24±2.88 | 5.93±1.26 | 未检测 | 0.659 | 0.512 |
| 乳酸（mmol/L） | 7.17±2.01 | 6.85±1.97 | 未检测 | 0.631 | 0.530 |
| EF（%） | 40.15±5.97 | 54.70±7.99 | 未检测 | 7.417 | < 0.001 |
| 入院时危险分层b | |||||
| APACHE Ⅱ评分 | 27.27±6.63 | 18.06±3.71 | 未计算 | 7.706 | < 0.001 |
| S OFA评分 | 11.60±3.94 | 7.67±2.09 | 未计算 | 5.668 | < 0.001 |
| 注：EF为射血分数，APACHE Ⅱ为急性生理与慢性健康评分，SOFA为序贯性器官衰竭评分；a为例（%），b为x±s | |||||
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| 图 1 脓毒性心肌病组和脓毒症组28 d生存率比较 Fig 1 Comparison of 28-day survival rate between septic cardiomyopathy group and sepsis group |
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脓毒性心肌病组和脓毒症组血浆IL-7水平低于对照组（P < 0.05），脓毒性心肌病组血浆IL-7水平亦低于脓毒症组（P=0.022）。脓毒性心肌病组和脓毒症组血浆sCD127水平均高于对照者（P < 0.001），但血浆sCD127水平在脓毒性心肌病组和脓毒症组之间的差异无统计学意义（P=0.158）。见表 2。各组CD4+T细胞和CD8+T细胞中CD127表达的典型流式分析图见图 2。脓毒性心肌病组和脓毒症组CD4+T细胞中CD127+细胞的比例低于对照组（P < 0.05），但CD4+T细胞中CD127+细胞的比例在脓毒性心肌病组和脓毒症组之间的差异无统计学意义（P=0.356）。CD8+T细胞中CD127+细胞的比例在脓毒性心肌病组、脓毒症组、对照组之间的差异无统计学意义（P=0.477）。见表 2。
| 指标 | 脓毒性心肌病组（n=21） | 脓毒症组（n=56） | 对照组（n=31） | 统计值 | P值 |
| IL-7（pg/mL）a | 75.71(42.28, 135.59)cd | 118.47(60.18, 171, 73)d | 168.42(105.41, 232.30) | 14.720 | < 0.001 |
| sCD127（pg/mL）a | 96.70(56.76, 147.04) d | 69.75(43.19, 111.28) d | 29.13(19.33, 42.11) | 44.340 | < 0.001 |
| CD127+CD4+（%）b | 56.38±7.41 d | 58.64±10.18 d | 65.06±9.63 | 6.430 | 0.002 |
| CD127+CD8+（%）b | 54.52±7.85 | 57.30±7.89 | 56.88±11.08 | 0.745 | 0.477 |
| 注：IL为白细胞介素，sCD127为可溶性CD127；a为M（Q1，Q3），b为x±s，与脓毒症患者比较，cP < 0.05；与对照者比较，dP < 0.05 | |||||
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| 图 2 脓毒性心肌病组、脓毒症患组、对照组CD4+和CD8+T细胞中CD127表达的典型流式分析图 Fig 2 Representative flow cytometry analysis of CD127 expression in CD4+ and CD8+T cells among septiccardiomyopathy group, sepsis group and control group |
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各组Th9和Tc9细胞的典型流式分析图见图 3。脓毒性心肌病组和脓毒症组Th9细胞比例低于对照组（P < 0.001），脓毒性心肌病组Th9细胞比例亦低于脓毒症组（P < 0.001）。脓毒性心肌病组和脓毒症组Tc9细胞比例低于对照组，但脓毒性心肌病组和脓毒症组Tc9细胞比例之间的差异无统计学意义（P=0.931）。脓毒性心肌病组和脓毒症组PU.1 mRNA表达低于对照组（P < 0.001），但脓毒性心肌病组和脓毒症组PU.1 mRNA表达之间的差异无统计学意义（P=0.884）。脓毒性心肌病组和脓毒症组Foxo1mRNA表达低于对照者（P < 0.001），脓毒性心肌病组Foxo1mRNA表达亦低于脓毒症组（P < 0.001）。脓毒性心肌病组和脓毒症组血浆IL-9水平低于对照组（P < 0.001），脓毒性心肌病组血浆IL-9水平亦低于脓毒症组（P=0.043）。见表 3。
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| 图 3 脓毒性心肌病组、脓毒症组、对照组Th9和Tc9细胞的典型流式分析图 Fig 3 Representative flow cytometry analysis of Th9 and Tc9 cellsamongseptic cardiomyopathy group, sepsis group and control group |
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| 指标 | 脓毒性心肌病组（n=21） | 脓毒症组（n=56） | 对照组（n=31） | 统计值 | P值 |
| Th9细胞（%） | 4.15±1.09ab | 8.69±1.23b | 10.89±2.59 | 61.530 | < 0.001 |
| Tc9细胞（%） | 2.92±1.29 b | 2.95±1.11 b | 4.41±1.02 | 18.950 | < 0.001 |
| PU.1 mRNA | 1.01±0.18 b | 1.02±0.14 b | 1.16±0.13 | 11.440 | < 0.001 |
| Foxo1 mRNA | 1.00±0.10ab | 1.13±0.11 b | 1.25±0.15 | 26.250 | < 0.001 |
| IL-9（pg/mL） | 31.86(21.28, 41.61) b | 37.32(27.37, 51.18) b | 71.45(49.88, 111.53) | 34.190 | < 0.001 |
| 注：Th9为辅助性T细胞9，Tc9为杀伤性T细胞9，IL为白细胞介素，PU.1为富含嘌呤的核酸结合蛋白1，Foxo1为转录因子叉头框蛋白O1；与脓毒症患者比较，aP < 0.05；与对照者比较，bP < 0.05 | |||||
17例脓毒性心肌病患者PBMCs经IL-7刺激后Th9细胞比例高于无IL-7刺激（P < 0.001），但Tc9细胞比例在无IL-7刺激和经IL-7刺激之间的差异无统计学意义（P=0.644）。脓毒性心肌病患者PBMCs经IL-7刺激后PU.1和Foxo1 mRNA表达和IL-9分泌水平均高于无IL-7刺激（P < 0.05）。见表 4。
| 指标 | 无IL-7刺激 | 经IL-7刺激 | 统计值 | P值 |
| Th9细胞（%） | 4.10±1.19 | 6.50±1.50 | 5.149 | < 0.001 |
| Tc9细胞（%） | 3.28±1.09 | 3.11±1.09 | 0.466 | 0.644 |
| PU.1 mRNA | 1.00±0.20 | 1.30±0.17 | 4.611 | < 0.001 |
| Foxo1 mRNA | 0.98±0.08 | 1.37±0.18 | 8.260 | < 0.001 |
| IL-9（pg/mL） | 105.55(76.76, 158.27) | 159.50(129.56, 303.17) | 2.408 | 0.018 |
| 注：IL为白细胞介素，Th9为辅助性T细胞9，Tc9为杀伤性T细胞9，PU.1为富含嘌呤的核酸结合蛋白1，Foxo1为转录因子叉头框蛋白O1 | ||||
9例HLA-A*02限制性脓毒性心肌病患者分选Th9细胞，IL-7刺激后与CD8+T细胞、HUVECs共培养。Th9细胞共培养可增加CD8+T细胞诱导的靶细胞死亡（P < 0.05），而经IL-7刺激的Th9细胞促进CD8+T细胞诱导靶细胞死亡的能力进一步增加（P < 0.05）。Th9细胞与CD8+T细胞共培养后，培养上清液中穿孔素、颗粒酶B和IFN-γ水平显著高于无Th9细胞共培养（P < 0.05），经IL-7刺激的Th9细胞共培养上清液中穿孔素、颗粒酶B和IFN-γ水平亦高于无IL-7刺激的Th9细胞，差异有统计学意义（P < 0.05），但颗粒溶素的分泌水平在经IL-7刺激和无IL-7刺激的Th9细胞共培养系统中的差异无统计学意义（P=0.104）。见表 5。
| 指标 | CD8+T细胞+HUVECs | 无IL-7刺激的Th9细胞+CD8+T细胞+HUVECs | 经IL-7刺激的Th9细胞+CD8+T细胞+ HUVECs | F值 | P值 |
| 靶细胞死亡（%） | 9.93±1.25 | 12.29±2.52 a | 14.77±2.24ab | 12.190 | < 0.001 |
| 穿孔素（pg/mL） | 200.41±53.36 | 267.08±46.26 a | 320.73±33.29 ab | 16.070 | < 0.001 |
| 颗粒酶B（ng/mL） | 4.83±1.62 | 8.64±1.84 a | 17.51±5.96 ab | 27.530 | < 0.001 |
| 颗粒溶素（ng/mL） | 3.96±0.54 | 4.57±0.68 | 5.39±1.26 a | 5.972 | 0.008 |
| IFN-γ（pg/mL） | 90.21±14.69 | 110.97±23.92 a | 155.52±53.53 ab | 8.228 | 0.002 |
| 注：IL为白细胞介素，Th9为辅助性T细胞9，IFN-γ为干扰素-γ；与CD8+T细胞+HUVECs组比较，aP < 0.05；与无IL-7刺激的Th9细胞+CD8+T细胞+HUVECs组比较，bP < 0.05 | |||||
IL-7属于共同γ链细胞因子家族成员，通过其受体CD127发挥生物学活性，促进T细胞增殖分化。在脓毒症小鼠模型中，使用病毒载体将IL-7转导至小鼠体内，不但安全性和耐受性良好，还可增加淋巴细胞数量，增强固有免疫和适应性免疫应答，降低脓毒性小鼠病死率[14-15]。重组人IL-7可逆转危重型新型冠状病毒感染者T细胞功能衰竭[16]，IL-7免疫治疗还通过清除病原菌、逆转低淋巴细胞血症、增强T细胞功能，改善了一例难治性真菌伤口脓毒症患者的临床结局[17]。宋妤等[18]发现，脓毒症患者外周血IL-7水平降低。但有关IL-7在脓毒性心肌病中的表达变化尚未见相关报道。本研究发现，脓毒症患者血浆IL-7水平低于对照者，这与宋妤等[18]的报道一致，更为重要的是，脓毒性心肌病患者血浆IL-7水平低于脓毒症患者和对照者。本研究还对脓毒性心肌病患者IL-7受体CD127的表达情况进行了分析，发现脓毒性心肌病和脓毒症患者中可溶型CD127水平均升高，而CD4+T细胞中膜型CD127表达降低，但CD8+T细胞中模型CD127的表达未见明显变化，说明脓毒性心肌病和脓毒症中均存在CD127活性形式的失衡。可溶型CD127可中和IL-7，降低IL-7对靶细胞的调控作用，而膜型CD127是IL-7发挥作用的重要受体分子[19]。因此，脓毒性心肌病患者升高表达的sCD127可能中和IL-7，导致外周血中IL-7水平下降，进一步导致脓毒性心肌病患者中IL-7发挥调控的作用减弱，而CD4+T细胞中膜型CD127表达降低提示IL-7可能主要发挥调控CD4+T细胞的作用。
分泌IL-9的T细胞主要通过分泌IL-9发挥生物学活性，参与感染炎症性疾病和肿瘤的发病。IL-9是一种兼具促进炎症应答和免疫保护效应的细胞因子，在不同组织微环境中发挥的作用可能完全相反，因此IL-9在不同疾病中发挥的功能也不尽相同[20]。在脓毒症小鼠模型中，肺部固有淋巴样细胞2可通过分泌IL-9保护肺泡上皮细胞免受细胞焦亡的影响[21]。相反，在耐甲氧西林金黄色葡萄球菌感染肺炎小鼠模型中，IL-9可通过促进中性粒细胞、巨噬细胞向肺部募集浸润发挥促进炎症应答的作用[22]。IL-9还可促进脓毒症肠道黏膜屏障损伤[23]。本研究对脓毒性心肌病和脓毒症患者中分泌IL-9的细胞（Th9和Tc9）和相关转录因子水平进行了分析，发现脓毒性心肌病和脓毒症患者Th9细胞和Tc9细胞比例、PU.1和Foxo1 mRNA表达、IL-9水平均低于对照者，提示在脓毒症患者中分泌IL-9的T细胞功能受抑制，脓毒症和脓毒性心肌病患者中Th9和Tc9细胞存在功能衰竭。更为重要的是，脓毒性心肌病患者Th9细胞比例和Foxo1 mRNA表达亦低于脓毒症患者，说明脓毒性心肌病中Th9细胞的抑制程度进一步增加。虽然既往研究发现急性冠脉综合征患者中Th9细胞比例升高，而Tc9细胞比例无明显变化[12]。急性冠脉综合征患者存在心肌坏死，大量炎症因子释放，诱导Th9细胞水平升高。但脓毒性心肌病患者并未出现大面积心肌坏死，在脓毒症基础上造成的心肌抑制可能导致脓毒性心肌病患者Th9水平降低，而对Tc9细胞并无明确影响。因此，Th9细胞在心肌病中的水平变化可能与心肌坏死和心肌抑制密切相关，但Tc9细胞在心肌病中发挥的作用可能有限。
IL-7可通过增强转录因子Foxo1与IL-9启动子的结合促进Th9细胞分泌和抗肿瘤活性[8]。本研究中发现脓毒性心肌病患者血浆IL-7和Th9细胞、Tc9细胞水平均降低，提示IL-7可能与分泌IL-9的T细胞功能调控有关。外源性IL-7刺激脓毒性心肌病患者PBMCs后，Th9细胞比例、转录因子水平和IL-9分泌均显著升高，但Tc9细胞比例未见明显变化，这可能与脓毒性心肌病患者膜型CD127在CD8+T细胞中的表达无明显变化有关，导致CD8+T细胞对外源性IL-7的反应性较CD4+T细胞弱。因此，在功能研究方面，本研究主要针对脓毒性心肌病患者Th9细胞而进行。既往的研究发现，Th9细胞自身无细胞毒性作用，无法诱导靶细胞死亡，但可增强CD8+T细胞活性[12]。因此，本研究利用体外细胞培养细胞，发现Th9细胞可增强脓毒性心肌病患者CD8+T细胞诱导靶细胞死亡的能力，提示Th9细胞可能介导了CD8+T细胞功能增强，促进脓毒性心肌病疾病进展。由于CD8+T细胞主要通过毒性分子介导的直接细胞杀伤和细胞因子介导的间接细胞杀伤两种途径发挥诱导靶细胞死亡的功能[24]，而Th9细胞促进CD8+T细胞分泌主要毒性分子（穿孔素、颗粒酶B）和杀伤性细胞因子（IFN-γ）的水平均升高，提示Th9细胞可通过增强直接和间接杀伤活性促进CD8+T细胞功能。外源性IL-7刺激Th9细胞后，其介导脓毒性心肌病CD8+T细胞的杀伤功能进一步增强，说明IL-7增强了Th9细胞的免疫调节作用，而这一过程也是通过促进毒性分子和细胞因子分泌而实现的。
本研究的优点在于直接利用从脓毒性心肌病患者外周血中分选的免疫细胞进行体外刺激培养，能够有效的反应脓毒性心肌病的免疫状态和调控因素。但本研究亦存在一定局限性，一方面，本研究纳入的脓毒性心肌病患者例数有限，结果易发生偏倚，需要扩大样本量加以确认。另一方面，本研究结果需要利用脓毒性心肌病动物模型对IL-7调控Th9细胞活性的机制进行体内验证。
综上所述，IL-7可增强脓毒性心肌病患者Th9细胞活性，而Th9细胞可增强CD8+T细胞功能的作用。脓毒性心肌病患者中IL-7水平降低不足以诱导Th9细胞活性增强，Th9细胞数量降低和功能衰竭可能参与了脓毒性心肌病的发病。IL-7对Th9细胞功能的调节作用可能会成为脓毒性心肌病治疗新的靶点之一。
利益冲突 所有作者声明无利益冲突
作者贡献声明 张宇：实验操作，数据整理，统计学分析，论文撰写；厉菁：研究设计、论文修改；张华、张传西：实验操作、数据整理、统计学分析
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